3 экспериментальная инфекция цели и способы заражения животных этика экспериментальных исследований

Экспериментальная инфекция. Цели и способы заражения животных. Этика экспериментальных исследований

Методы заражения лабораторных животных.Наиболее широко лабораторные животные используются в бактериологической и вирусологической практике, как в целях диагностики, так и для воспроизведения экспериментальных инфекций. Применяют следующие методы заражения животных: накожный, внутрикожный, подкожный, внутримышечный, внутривенный, внутриполостной (брюшная полость, грудная, передняя камера глаза), внутриорганный (мозг, легкие), введение микроорганизмов в пищеварительный или дыхательный тракт.

Участок кожи, где происходит та или иная манипуляция, непосредственно перед ее выполнением или заранее, обрабатывают в такой последовательности: а) выщипывают или выстригают (выбривают) шерсть; б) удаляют остатки шерсти депилятором; в) дезинфицируют участок одним из способов (спиртом, спиртом в смеси с эфиром 1:1, 10% настойкой йода).

Накожный метод.На кожу спины или живота, освобожденную от шерсти, наносят царапины скарификационной иглой. Материал берут стеклянной палочкой и втирают досуха.

Внутрикожный метод.Местом введения обычно выбирают кожу спины или живота. Шерсть на этом месте за два дня до опыта удаляют депилятором, сухой порошок которого разводят водой, накладывают образовавшуюся кашицу на кожу на время, указанное в наставлении к его применению. Используют очень тонкие и острые иглы с пологим скосом. Иглу вводят в кожу под очень острым углом скосом вверх. Инъецируют до 0,1 мл раствора. Образовавшееся вздутие не исчезает 3-5 минут.

Подкожный метод.Иглу шприца вводят в основание кожной складки предполагаемого места инъекции. После прокола кожи направление иглы меняют и медленно вводят жидкость – мышам не более 1,0 мл, морским свинкам и крысам – 1,5 мл, кроликам – 3,0 мл место введения обрабатывают. Следят за тем, чтобы введенный материал не вытекал наружу.

Внутримышечный метод. Лучшим местом введения считается участок с развитым мышечным слоем в области верхней трети задней лапы животного. острие иглы направляют почти перпендикулярно участку.

Внутривенный метод. Инъекцию производят в краевую вену уха кроликов, яремную вену морских свинок, хвостовую вену крыс или мышей. Обрабатывают кожу над веной. Для лучшего наполнения вены ее пережимают ниже будущего введения или кожу обогревают теплой (55°С) водой. Материал вводят медленно.

Внутрибрюшинный метод. Инъекцию производят в задней трети живота. Место введения обрабатывают до и после инъекции. Животное располагают вниз головой или в наклонном положении. Несколько отступив от средней линии, брюшную стенку прокалывают, вводят иглу под тупым углом к стенке. Игла должна быть с притупленным концом во избежание повреждения внутренних органов.

Оральный метод.Материал вводят принудительно с помощью тонкого эластичного зонда. Кроликов и морских свинок пеленают и располагают в положении, близком к вертикальному. Перед введением зонда животному вставляют роторасширитель с отверстием в середине; продвижение зонда по пищеводу обычно не вызывает затруднений, если его конец смазан вазелином, а у животного вызывают глотательные движения закапыванием в рот нескольких капель воды. Через воронку или шприц жидкость вливают в желудок.

Крыс или мышей помощник фиксирует в вертикальном положении. Жидкость можно вводить двумя способами: а) шприцем со специальной изогнутой иглой, конец которой утолщен в виде шарика с боковым отверстием; б) шприцем с обычной иглой, на которую насажен тонкий эластичный зонд. Животным открывают рот браншами пинцета. Процесс введения зонда требует навыков. Объем жидкости зависит от вида и возраста животного.

Интраназальный метод. Животное фиксируют. С помощью эфира или хлороформа вызывают состояние легкого наркоза. Шприцем и иглой с насаженным тонким зондом вводят в нос животному маленькими каплями заразный материал. Материал можно капать непосредственно на нос животного, контролируя его попадание в носовые ходы.

Источник

Заражение экспериментальных животных

(биологический метод)

Заражение экспериментальных животных может производиться в целях:

1) идентификации микроорганизмов по вирулентности;

2) выделения чистой культуры возбудителя из различных материалов и ее идентификации;

3) воспроизведения и изучения инфекционного процесса;

4) испытания лечебного эффекта химиотерапевтических и иммунологических препаратов.

5) получения иммунобиологических лечебно-профилактических и диагностических препаратов и др.

В зависимости от цели исследования заражают различных животных (кроликов, морских свинок, белых мышей, белых крыс и др.) различными способами: накожно, внутрикожно, подкожно, внутримышечно, внутривенно, перорально, интраназально, внутритрахеально, интрацеребрально и внутрибрюшинно.

Внутрибрюшинное заражение белых мышейс целью:

1) идентификации выделенной чистой культуры S.aureus по вирулентности;

2) установления формы инфекции по происхождению, локализации, длительности течениия, количеству возбудителя и др.

План работы первого этапа:

1. Суточную агаровую культуру S.aureus проверяют на чистоту

(готовят мазок и окрашивают по Граму).

2. Стерильным физ. раствором смывают культуру и готовят микробную взвесь соответствующей оптическому стандарту мутности (1мл – 1 мрд.мкр.тел)

3. Взвесь микробов (0,5 мл) набирают в шприц.

4. Заражают внутрибрюшинно белую мышь. Берут мышь левой рукой за хвост, фиксируют её в растянутом состоянии брюшком верх, головой вниз, чтобы кишечник переместился к диафрагме. В левой нижней трети живота делают прокол кожи под острым углом, затем устанавливают шприц под прямым углом, толчкообразным движением прокалывают брюшину и вводят содержимое шприца.

5. Зараженных животных маркируют и отправляют в лабораторию. Инструменты до и после заражения стерилизуют кипячением.

Второй этап. Вскрытие трупа с целью обнаружения возбудителя и идентификации путем микроскопического исследования и выделения чистой культуры.

План исследования:

Мышь фиксируют брюшком вверх в специальной подставке. Шерсть и кожу обрабатывают спиртом.

1.Макроскопическое исследование. Тщательно осматривают наружные покровы. Затем делают разрез кожи по прямой линии от нижней челюсти до лобка и боковые разрезы к лапкам. Отсепаровывают кожу в обе стороны от разреза. Отметить состояние подкожной клетчатки и лимфатических узлов. Обращают внимание на внешний вид лёгких, сердца. Осмотреть органы брюшной полости, характер экссудата, величину, цвет и консистенцию печени и селезенки.

2. Микроскопическое исследование. Приготовить следующие мазки и окрасить их методом Грама::
а) мазок из крови сердца;
б) мазок-отпечаток легкого;
в) мазок из асцитической жидкости (экссудата);
г) мазок- отпечаток печени;
д) мазок- отпечаток селезенки.

При микроскопии отмечают присутствие микроба-возбудителя в различных органах и тканях и по результатам исследования мазков оформить предварительное заключение.

3.Бактериалогические исследование. Параллельно с приготовлением мазков сделать посевы из тех же органов на 5 пробирок с МПБ:

а) для посева крови из сердца участок его поверхности прижигают раскалённым скальпелем и через прижжённый участок вводят капилляр стерильной пастеровской пипетки в полость сердца. Затем каплю крови из пипетки выдувают в пробирку с МПБ и на предметное стекло для приготовления мазка (мазок фиксируют спиртом в течение 3-5 минут);

Читайте также:  Следы животных на снегу фото с названиями для детей презентация

б) из ткани лёгкого делают посев кусочка ткани в МПБ и приготовляют мазок – отпечаток;

в) разрезают брюшную стенку ножницами от диафрагмы до лобка. Обращают внимание на наличие экссудата, который собирают пастеровской пипеткой и засевают в МПБ. Каплю экссудата наносят на предметное стекло для окрашивания. Для приготовления мазков-отпечатков вырезают из печени, селезенки небольшие кусочки ткани, берут их пинцетом и прикасаются к предметному стеклу поверхностью разреза. Мазки-отпечатки фиксируют термическим способом;

г) результат посевов учитывают на следующий день после инкубации в термостате. Труп животного после вскрытия подлежит уничтожению;

д) учесть результаты посевов на питательных средах и оформить окончательное заключение (ответить на вопросы: 1.Вирулентна ли культура S.aureus? 2.Какие факторы вирулентности S.aureus Вы обнаружили? 3.От какой формы инфекции погибла мышь?).

8.2 Методы определения факторов вирулентности микроорганизмов (адгезивности, ферментов агрессии бактерий: гиалуронидазы, лецитовителлазы, лизоцима; токсигенности, гемолизинов)

Адгезивность. Адгезиныповерхностные структуры микроорганизмов (пили, поверхностные белки, тейховые кислоты), способствующие прикреплению возбудителя к клеткам организма и являются обязательными, специфическими факторами, реализирующими патогенность микроба на начальном этапе развития инфекционного процесса. Адгезивность оценивается по способности бактерий прилипать к эритроцитам. Эритроциты крови 1 группы человека смешивают на предметном стекле с чистой исследуемой культурой и инкубируют 30 минут при 37 о С. Делают мазок и подсчитывают индекс адгезии (соотношение количества микробов, адгезированных на эритроцитах к количеству эритроцитов, участвующих в адгезии).

Гиалуронидаза.Гиалуронидазной активностью обладают S.aureus, S.pyogenes,, C.perfringensи др. Гиалуронидаза – экзофермент, разрушающий гиалуроновую кислоту, что обеспечивает прохождение бактерий через соединительную ткань.Для определения гиалуронидазы в опытную пробирку вносят бульонную исследуемую культуру бактерий, гиалуроновую кислоту, в контрольную – только гиалуроновую кислоту. После 20-минутной инкубации в термостате в обе пробирки добавляют 15%-ю уксусную кислоту. При наличии у микробов гиалуронидазы жидкость в опытной пробирке остается гомогенной, при отсутствии – появляется муцина. В контрольной пробирке сгусток муцина образуется всегда в результате взаимодействия гиалуроновой и уксусной кислот.

Лецитовителлаза(летициназа) – экзофермент S.aureus обеспечивающий выживание бактерий на коже, в очагах нагноения, расщепляет липопротеид оболочек клеток. Выявляется в виде помутнения или образования радужных венчиков вокруг колоний на желточно – солевом агаре.

Микробный лизоцим – фермент, оказывающий литическое действие на грамположительные микроорганизмы, участвует в аутолизе и делении бактериальной клетки, придает штамму-продуценту селективные преимущества при колонизации кожных покровов и слизистых. Для определения лизоцимной активности тест-микроба(микрококка) засевают на МПА сплошным газоном, сверху в виде бляшек наносят исследуемую культуру (S. aureus). Инкубируют при 37°С в течение 24 час. Появление зон лизиса микрококка вокруг культуры S. aureus свидетельствует о лизоцимной активности микроорганизмов (о лизисе штаммами S. aureus индикаторного штамма микрококков).

Методы идентификации бактерий по токсигенности (по способности синтезировать экзотоксин).

1. Биологический метод. Испытуемые культуры или токсины в определенных дозах вводят лабораторным животным с последующей регистрацией их гибели (см. практические навыки 8.1) и расчетом летальных доз.

2. Иммунологические методы с применением стандартных антитоксических антител: реакция нейтрализации токсина (см.практические навыки 9.5), ИФА, РИА и РИФ;

Источник

Экспериментальная инфекция. Цели и способы заражения животных. Этика экспериментальных исследований

Биологический метод (экспериментальный или биопроба) заключается в заражении исследуемым материалом чувствительных лабораторных животных или других биологических объектов (куриные эмбрионы, культуры клеток). Его используют для выделения чистой культуры возбудителя, определения типа токсина, активности антимикробных химиотерапевтических препа.

При проведении микробиологической диагностики инфекционных болезней в бактериологических и вирусологических лабораториях часто прибегают к заражению подопытных животных (биологический способ). Заражение животных проводят с целью выделения чистых культур патогенных микроорганизмов, которые медленно или совсем не растут на питательных средах. Часто этим способом пользуются для выделения возбудителя из исследуемого материала, который сильно загрязнен другими микробами (например, при выделении палочек чумы из трупов людей и животных). Так выделяют стрептококки с мокроты, туберкулезные палочки из осадка мочи и др.

Экспериментальное заражение животных используют также для воссоздания инфекционного заболевания на биологической модели тогда, когда возбудитель заболевания неизвестен, для изучения факторов вирулентности, действия токсинов, определения минимальных смертельных доз выделенных чистых культур. При его помощи изучают эффективность лечебного действия антибиотиков и других химиотерапевтическиех препаратов. Воссоздание экспериментальной инфекции имеет важное значение для оценки качества живых вакцин, эффективности иммунологических препаратов.

К выполнению экспериментальных исследований на животных допускаются лица, имеющие высшее медицинское, медико-биологическое, фармацевтическое, ветеринарное, зоотехническое или биологическое образование, после того как они освоили правила обращения с лабораторными животными и приобрели практические навыки.

Линейные лабораторные животные очень чувствительны к неблагоприятным факторам окружающей среды поэтому условия содержания их должны быть лучше, чем нелинейных животных.

Потомство линейных животных у которых в силу различных причин прекращено разведение методом инбридинга теряет линию, так как у них накапливаются мутации, а гомозиготность понижается. Уменьшение гомозиготоности при этом прогрессирует от поколения к поколению, а признаки, специфические для данной линии, могут быть потеряны, ослаблены или извращены.

Подопытных животных следует подбирать однородными по возрасту, полу, массе и генетическим характеристикам. Отобранных животных необходимо тщательно осмотреть и выбраковать подозрительных или больных. Выбор вида, линии, возраста и пола животных диктуется целями исследований. Существует целый ряд маркировки лабораторных животных, основными из которых являются следующие:

-Татуировка ушей у животных, имеющие большие непигментированные ушные раковины (кролики, свинки, крысы, мыши). Для татуировки применяют тушь и специальные татуировочные щипцы.

-Можно метить лабораторных животных, в том числе и новорожденных, с помощью колец, жетонов из мягкой белой жести, которые закрепляют на ушах или лапках.

Методы заражения лабораторных животных.

Наиболее широко лабораторные животные используются в бактериологической и вирусологической практике, как в целях диагностики, так и для воспроизведения экспериментальных инфекций. Применяют следующие методы заражения животных: накожный, внутрикожный, подкожный, внутримышечный, внутривенный, внутриполостной (брюшная полость, грудная, передняя камера глаза), внутриорганный (мозг, легкие), введение микроорганизмов в пищеварительный или дыхательный тракт.

Участок кожи, где происходит та или иная манипуляция, непосредственно перед ее выполнением или заранее, обрабатывают в такой последовательности:

-выщипывают или выстригают (выбривают) шерсть;

-удаляют остатки шерсти депилятором;

1.Накожный метод. На кожу спины или живота, освобожденную от шерсти, наносят царапины скарификационной иглой. Материал берут стеклянной палочкой и втирают досуха.

2.Внутрикожный метод. Местом введения обычно выбирают кожу спины или живота. Шерсть на этом месте за два дня до опыта удаляют депилятором, сухой порошок которого разводят водой, накладывают образовавшуюся кашицу на кожу на время, указанное в наставлении к его применению. Используют очень тонкие и острые иглы с пологим скосом. Иглу вводят в кожу под очень острым углом скосом вверх. Инъецируют до 0,1 мл раствора. Образовавшееся вздутие не исчезает 3-5 минут.

Читайте также:  Редкие животные мира фото и названия со сложными названиями

3.Внутримышечный метод. Лучшим местом введения считается участок с развитым мышечным слоем в области верхней трети задней лапы животного. острие иглы направляют почти перпендикулярно участку.

4.Внутривенный метод. Инъекцию производят в краевую вену уха кроликов, яремную вену морских свинок, хвостовую вену крыс или мышей. Обрабатывают кожу над веной. Для лучшего наполнения вены ее пережимают ниже будущего введения или кожу обогревают теплой (55 ° С) водой. Материал вводят медленно.

5.Внутрибрюшинный метод. Инъекцию производят в задней трети живота. Место введения обрабатывают до и после инъекции. Животное располагают вниз головой или в наклонном положении. Несколько отступив от средней линии, брюшную стенку прокалывают, вводят иглу под тупым углом к стенке. Игла должна быть с притупленным концом во избежание повреждения внутренних органов.

7.Оральный метод. Материал вводят принудительно с помощью тонкого эластичного зонда. Кроликов и морских свинок пеленают и располагают в положении, близком к вертикальному. Перед введением зонда животному вставляют роторасширитель с отверстием в середине; продвижение зонда по пищеводу обычно не вызывает затруднений, если его конец смазан вазелином, а у животного вызывают глотательные движения закапыванием в рот нескольких капель воды. Через воронку или шприц жидкость вливают в желудок.

Крыс или мышей помощник фиксирует в вертикальном положении. Жидкость можно вводить двумя способами: а) шприцем со специальной изогнутой иглой, конец которой утолщен в виде шарика с боковым отверстием; б) шприцем с обычной иглой, на которую насажен тонкий эластичный зонд. Животным открывают рот браншами пинцета. Процесс введения зонда требует навыков. Объем жидкости зависит от вида и возраста животного.

8.Интраназальный метод. Животное фиксируют. С помощью эфира или хло

Вскрытие трупа лабораторного животного.

Все этапы работы с лабораторными животными должны быть зарегистрированы в соответствующем журнале с графами:

Вид лабораторного животного.

Материал, примененный для заражения.

Изменение поведенческих реакций животного после заражения.

Источник

6. Экспериментальная инфекция. Цели и способы заражения животных. Этика экспериментальных исследований.

Биологический метод (экспериментальный или биопроба) заключается в заражении исследуемым материалом чувствительных лабораторных животных или других биологических объектов (куриные эмбрионы, культуры клеток). Его используют для выделения чистой культуры возбудителя, определения типа токсина, активности антимикробных химиотерапевтических препа.

При проведении микробиологической диагностики инфекционных болезней в бактериологических и вирусологических лабораториях часто прибегают к заражению подопытных животных (биологический способ). Заражение животных проводят с целью выделения чистых культур патогенных микроорганизмов, которые медленно или совсем не растут на питательных средах. Часто этим способом пользуются для выделения возбудителя из исследуемого материала, который сильно загрязнен другими микробами (например, при выделении палочек чумы из трупов людей и животных). Так выделяют стрептококки с мокроты, туберкулезные палочки из осадка мочи и др.

Экспериментальное заражение животных используют также для воссоздания инфекционного заболевания на биологической модели тогда, когда возбудитель заболевания неизвестен, для изучения факторов вирулентности, действия токсинов, определения минимальных смертельных доз выделенных чистых культур. При его помощи изучают эффективность лечебного действия антибиотиков и других химиотерапевтическиех препаратов. Воссоздание экспериментальной инфекции имеет важное значение для оценки качества живых вакцин, эффективности иммунологических препаратов.

К выполнению экспериментальных исследований на животных допускаются лица, имеющие высшее медицинское, медико-биологическое, фармацевтическое, ветеринарное, зоотехническое или биологическое образование, после того как они освоили правила обращения с лабораторными животными и приобрели практические навыки.

Линейные лабораторные животные очень чувствительны к неблагоприятным факторам окружающей среды поэтому условия содержания их должны быть лучше, чем нелинейных животных.

Потомство линейных животных у которых в силу различных причин прекращено разведение методом инбридинга теряет линию, так как у них накапливаются мутации, а гомозиготность понижается. Уменьшение гомозиготоности при этом прогрессирует от поколения к поколению, а признаки, специфические для данной линии, могут быть потеряны, ослаблены или извращены.

Подопытных животных следует подбирать однородными по возрасту, полу, массе и генетическим характеристикам. Отобранных животных необходимо тщательно осмотреть и выбраковать подозрительных или больных. Выбор вида, линии, возраста и пола животных диктуется целями исследований. Существует целый ряд маркировки лабораторных животных, основными из которых являются следующие:

-Татуировка ушей у животных, имеющие большие непигментированные ушные раковины (кролики, свинки, крысы, мыши). Для татуировки применяют тушь и специальные татуировочные щипцы.

-Можно метить лабораторных животных, в том числе и новорожденных, с помощью колец, жетонов из мягкой белой жести, которые закрепляют на ушах или лапках.

Методы заражения лабораторных животных.

Наиболее широко лабораторные животные используются в бактериологической и вирусологической практике, как в целях диагностики, так и для воспроизведения экспериментальных инфекций. Применяют следующие методы заражения животных: накожный, внутрикожный, подкожный, внутримышечный, внутривенный, внутриполостной (брюшная полость, грудная, передняя камера глаза), внутриорганный (мозг, легкие), введение микроорганизмов в пищеварительный или дыхательный тракт.

Участок кожи, где происходит та или иная манипуляция, непосредственно перед ее выполнением или заранее, обрабатывают в такой последовательности:

-выщипывают или выстригают (выбривают) шерсть;

-удаляют остатки шерсти депилятором;

1.Накожный метод. На кожу спины или живота, освобожденную от шерсти, наносят царапины скарификационной иглой. Материал берут стеклянной палочкой и втирают досуха.

2.Внутрикожный метод. Местом введения обычно выбирают кожу спины или живота. Шерсть на этом месте за два дня до опыта удаляют депилятором, сухой порошок которого разводят водой, накладывают образовавшуюся кашицу на кожу на время, указанное в наставлении к его применению. Используют очень тонкие и острые иглы с пологим скосом. Иглу вводят в кожу под очень острым углом скосом вверх. Инъецируют до 0,1 мл раствора. Образовавшееся вздутие не исчезает 3-5 минут.

3.Внутримышечный метод. Лучшим местом введения считается участок с развитым мышечным слоем в области верхней трети задней лапы животного. острие иглы направляют почти перпендикулярно участку.

4.Внутривенный метод. Инъекцию производят в краевую вену уха кроликов, яремную вену морских свинок, хвостовую вену крыс или мышей. Обрабатывают кожу над веной. Для лучшего наполнения вены ее пережимают ниже будущего введения или кожу обогревают теплой (55 ° С) водой. Материал вводят медленно.

5.Внутрибрюшинный метод. Инъекцию производят в задней трети живота. Место введения обрабатывают до и после инъекции. Животное располагают вниз головой или в наклонном положении. Несколько отступив от средней линии, брюшную стенку прокалывают, вводят иглу под тупым углом к стенке. Игла должна быть с притупленным концом во избежание повреждения внутренних органов.

7.Оральный метод. Материал вводят принудительно с помощью тонкого эластичного зонда. Кроликов и морских свинок пеленают и располагают в положении, близком к вертикальному. Перед введением зонда животному вставляют роторасширитель с отверстием в середине; продвижение зонда по пищеводу обычно не вызывает затруднений, если его конец смазан вазелином, а у животного вызывают глотательные движения закапыванием в рот нескольких капель воды. Через воронку или шприц жидкость вливают в желудок.

Читайте также:  Слова к вальсу мой ласковый и нежный зверь слушать

Крыс или мышей помощник фиксирует в вертикальном положении. Жидкость можно вводить двумя способами: а) шприцем со специальной изогнутой иглой, конец которой утолщен в виде шарика с боковым отверстием; б) шприцем с обычной иглой, на которую насажен тонкий эластичный зонд. Животным открывают рот браншами пинцета. Процесс введения зонда требует навыков. Объем жидкости зависит от вида и возраста животного.

8.Интраназальный метод. Животное фиксируют. С помощью эфира или хло

Вскрытие трупа лабораторного животного.

Все этапы работы с лабораторными животными должны быть зарегистрированы в соответствующем журнале с графами:

Вид лабораторного животного.

Материал, примененный для заражения.

Изменение поведенческих реакций животного после заражения.

Источник

6. Экспериментальная инфекция. Цели и способы заражения животных. Этика экспериментальных исследований.

Биологический метод (экспериментальный или биопроба) заключается в заражении исследуемым материалом чувствительных лабораторных животных или других биологических объектов (куриные эмбрионы, культуры клеток). Его используют для выделения чистой культуры возбудителя, определения типа токсина, активности антимикробных химиотерапевтических препа.

При проведении микробиологической диагностики инфекционных болезней в бактериологических и вирусологических лабораториях часто прибегают к заражению подопытных животных (биологический способ). Заражение животных проводят с целью выделения чистых культур патогенных микроорганизмов, которые медленно или совсем не растут на питательных средах. Часто этим способом пользуются для выделения возбудителя из исследуемого материала, который сильно загрязнен другими микробами (например, при выделении палочек чумы из трупов людей и животных). Так выделяют стрептококки с мокроты, туберкулезные палочки из осадка мочи и др.

Экспериментальное заражение животных используют также для воссоздания инфекционного заболевания на биологической модели тогда, когда возбудитель заболевания неизвестен, для изучения факторов вирулентности, действия токсинов, определения минимальных смертельных доз выделенных чистых культур. При его помощи изучают эффективность лечебного действия антибиотиков и других химиотерапевтическиех препаратов. Воссоздание экспериментальной инфекции имеет важное значение для оценки качества живых вакцин, эффективности иммунологических препаратов.

К выполнению экспериментальных исследований на животных допускаются лица, имеющие высшее медицинское, медико-биологическое, фармацевтическое, ветеринарное, зоотехническое или биологическое образование, после того как они освоили правила обращения с лабораторными животными и приобрели практические навыки.

Линейные лабораторные животные очень чувствительны к неблагоприятным факторам окружающей среды поэтому условия содержания их должны быть лучше, чем нелинейных животных.

Потомство линейных животных у которых в силу различных причин прекращено разведение методом инбридинга теряет линию, так как у них накапливаются мутации, а гомозиготность понижается. Уменьшение гомозиготоности при этом прогрессирует от поколения к поколению, а признаки, специфические для данной линии, могут быть потеряны, ослаблены или извращены.

Подопытных животных следует подбирать однородными по возрасту, полу, массе и генетическим характеристикам. Отобранных животных необходимо тщательно осмотреть и выбраковать подозрительных или больных. Выбор вида, линии, возраста и пола животных диктуется целями исследований. Существует целый ряд маркировки лабораторных животных, основными из которых являются следующие:

-Татуировка ушей у животных, имеющие большие непигментированные ушные раковины (кролики, свинки, крысы, мыши). Для татуировки применяют тушь и специальные татуировочные щипцы.

-Можно метить лабораторных животных, в том числе и новорожденных, с помощью колец, жетонов из мягкой белой жести, которые закрепляют на ушах или лапках.

Методы заражения лабораторных животных.

Наиболее широко лабораторные животные используются в бактериологической и вирусологической практике, как в целях диагностики, так и для воспроизведения экспериментальных инфекций. Применяют следующие методы заражения животных: накожный, внутрикожный, подкожный, внутримышечный, внутривенный, внутриполостной (брюшная полость, грудная, передняя камера глаза), внутриорганный (мозг, легкие), введение микроорганизмов в пищеварительный или дыхательный тракт.

Участок кожи, где происходит та или иная манипуляция, непосредственно перед ее выполнением или заранее, обрабатывают в такой последовательности:

-выщипывают или выстригают (выбривают) шерсть;

-удаляют остатки шерсти депилятором;

1.Накожный метод. На кожу спины или живота, освобожденную от шерсти, наносят царапины скарификационной иглой. Материал берут стеклянной палочкой и втирают досуха.

2.Внутрикожный метод. Местом введения обычно выбирают кожу спины или живота. Шерсть на этом месте за два дня до опыта удаляют депилятором, сухой порошок которого разводят водой, накладывают образовавшуюся кашицу на кожу на время, указанное в наставлении к его применению. Используют очень тонкие и острые иглы с пологим скосом. Иглу вводят в кожу под очень острым углом скосом вверх. Инъецируют до 0,1 мл раствора. Образовавшееся вздутие не исчезает 3-5 минут.

3.Внутримышечный метод. Лучшим местом введения считается участок с развитым мышечным слоем в области верхней трети задней лапы животного. острие иглы направляют почти перпендикулярно участку.

4.Внутривенный метод. Инъекцию производят в краевую вену уха кроликов, яремную вену морских свинок, хвостовую вену крыс или мышей. Обрабатывают кожу над веной. Для лучшего наполнения вены ее пережимают ниже будущего введения или кожу обогревают теплой (55 ° С) водой. Материал вводят медленно.

5.Внутрибрюшинный метод. Инъекцию производят в задней трети живота. Место введения обрабатывают до и после инъекции. Животное располагают вниз головой или в наклонном положении. Несколько отступив от средней линии, брюшную стенку прокалывают, вводят иглу под тупым углом к стенке. Игла должна быть с притупленным концом во избежание повреждения внутренних органов.

7.Оральный метод. Материал вводят принудительно с помощью тонкого эластичного зонда. Кроликов и морских свинок пеленают и располагают в положении, близком к вертикальному. Перед введением зонда животному вставляют роторасширитель с отверстием в середине; продвижение зонда по пищеводу обычно не вызывает затруднений, если его конец смазан вазелином, а у животного вызывают глотательные движения закапыванием в рот нескольких капель воды. Через воронку или шприц жидкость вливают в желудок.

Крыс или мышей помощник фиксирует в вертикальном положении. Жидкость можно вводить двумя способами: а) шприцем со специальной изогнутой иглой, конец которой утолщен в виде шарика с боковым отверстием; б) шприцем с обычной иглой, на которую насажен тонкий эластичный зонд. Животным открывают рот браншами пинцета. Процесс введения зонда требует навыков. Объем жидкости зависит от вида и возраста животного.

8.Интраназальный метод. Животное фиксируют. С помощью эфира или хло

Вскрытие трупа лабораторного животного.

Все этапы работы с лабораторными животными должны быть зарегистрированы в соответствующем журнале с графами:

Вид лабораторного животного.

Материал, примененный для заражения.

Изменение поведенческих реакций животного после заражения.

Источник

Интересные факты из жизни